Zur Beschreibung unserer Verfahren werden die folgenden Begriffe verwendet:

Größerer chirurgischer Eingriff
Jeder Eingriff, bei dem in eine Körperhöhle eingedrungen und sie freigelegt wird; jedes Verfahren, das die Möglichkeit in sich birgt, permanente physische oder physiologische Beeinträchtigungen hervorzurufen; und/oder jedes Vorgehen, das mit Orthopädie oder extensiver Gewebezerlegung oder -durchtrennung verbunden ist.

Kleinerer chirurgischer Eingriff
Jeder chirurgische Eingriff, bei dem nicht in eine Körperhöhle eingedrungen und keine solche freigelegt wird, und bei dem auch keine permanente Beeinträchtigung einer physischen oder physiologischen Funktion erfolgt. Beispiele dafür sind in unserem Labor die Überprüfung und die Reinigung der Inhalte der Aufzeichnungskammern, Oberflächen- und perkutane Biopsien, Wundtoilette, Reinigung und Vernähen von Bisswunden etc.


Narkose

Jeder größere chirurgische Eingriff in unserem Labor wird unter Vollnarkose durchgeführt (Neuroleptnarkose bestehend aus Isofluran 1,3% und Fentanyl 3 µg/kg I.V. Injektionen mit 1,8L/min N2O und 1,0L/min O2). Kleinere chirurgische Eingriffe werden mit Ketamin durchgeführt (10-15mg/kg). Kammerreinigung bedarf keiner Betäubung.

Auch während einiger fMRI-Experimente ist eine Narkose nötig. Bei solchen Experimenten wird folgendermaßen vorgegangen: Nach Prämedikation mit Glycopyrrolat (I.M. 0,01mg/kg) und Ketamin (I.M. 15 mg/kg) wird ein intravenöser 20er Katheter in die Vena saphena eingeführt und die Monitore (HP OmniCare/CMS;  EKG, NIBP, CO2, SpO2, Temperatur) werden angeschlossen. Die Affen sind präoxygeniert und Narkose wird induziert mit Fentanyl (3µg/kg), Thiopental (5mg/kg) und Succinylcholinchlorid (3mg/kg).

Nach Intubation der Luftröhre werden die Lungen mit einem Servo Ventilator 900 C (Siemens, Deutschland) ventiliert, wodurch endexspiratorisches CO2 von 33mmHg und eine Sauerstoffsättigung von über 95% aufrechterhalten werden. Neuroleptnarkose wird aufrechterhalten mit endexspiratorischem 0,35% (0,23 MAC für Makaken) Isofluran in Luft und Fentanyl (3µg/kg/hr). Muskelentspannung wird erreicht mit Mivacurium (5mg/kg/h). Die Körpertemperatur wird konstant gehalten und Ringer-Laktatlösung wird in einem Verhältnis von 10ml/kg/h gegeben. Das intravaskuläre Volumen wird durch die Verabreichung von Kolloiden (Hydroxyethylstärke, 30-50ml über 1-2 Minuten nach Bedarf) aufrechterhalten. Das Aufwachen aus der Narkose verläuft typischerweise ohne Komplikationen und dauert durchschnittlich 30 Minuten. Das Paralytikum und Fentanyl werden gestoppt und die Ventilation wird gesenkt, um spontane Atmung zu stimulieren. Wenn spontane Respiration sichergestellt und das CO2 unter 40mmHg ist, wird die Luftröhre extubiert. Während des ganzen Experiments überwachen wir ständig die Lebenszeichen des Affen, reagieren entsprechend und kontrollieren so die Tiefe der Narkose.

Das obige Protokoll wurde als optimales Protokoll sowohl für MRI als auch hinsichtlich der Vermeidung jeglichen Unbehagens für das Tier erstellt. Man weiß sehr gut, dass Unbehagen oder Stress sich hinter Muskellähmung verstecken würden, und es stellt sich daher die Frage, welche Levels an leichter Betäubung dazu geeignet sind, eine Unterdrückung der kortikalen Aktivität zu verhindern, den von der Tiefe der Narkose abhängigen Zusammenbruch der Selbstregulierung des Gehirns zu beschränken, und die Vermeidung von Stress für das Tier sicherzustellen. Um diese Frage anzugehen, trafen wir eine weitere Vorkehrung: Wir untersuchten die Konzentration von Plasmakatecholaminen (Adrenalin, Noradrenalin und Dopamin) in verschiedenen Narkoseprotokollen über fünf kritische Manipulationen des Tiers (unmittelbar nach Intubation und stereotaktischer Positionierung, 20 und 120 Minuten nach aufrechter Positionierung und 0 und 20 Minuten nach supinierter Repositionierung). Im in diesen Experimenten verwendeten Protokoll blieben alle Stresshormone (siehe Tabelle unten) innerhalb der normalen Grenzen. Da Normalwerte für Katecholaminkonzentrationen sich nur für Menschen finden ließen, untersuchten wir auch Plasmakatecholamine in Kontrollblutproben, die von denselben Tieren in ihren heimischen Käfigen genommen worden waren. In dieser Blutabnahmesituation steht Stress offensichtlich nicht in Beziehung zu Schmerz oder Unbehagen, sondern vielmehr zu der Prozedur der Freiheitsbeschränkung und möglicherweise auch zum Anblick der Spritze. Die Konzentrationen an Noradrenalin und Adrenalin während unserer Versuche betrugen nur 10% bzw. 4% der Konzentrationen, die gemessen wurden, als die Kontrollblutproben genommen wurden. Dopamin wurde nur in den Kontrollblutproben nachgewiesen.
 
 
Tabelle: Stresshormon-Analyse während eines typischen fMRI-Experiments mit narkotisierten Affen. Zu sechs verschiedenen Zeitpunkten (A bis F) wurden Blutproben genommen, und es wurde die Plasmakonzentration [ng/dl] von Noradrenalin, Adrenalin und Dopamin gemessen. A. Intubation/stereotaktische Positionierung, B. 20 Minuten nach aufrechter Positionierung, C. 2 Stunden nach aufrechter Positionierung, D. supinierte Positionierung, E. 20 Minuten nach supinierter Positionierung, F. Blutproben aus dem heimischen Käfig. Normalwerte im Plasma von Menschen in Ruhe in Nanogramm pro Deziliter: Adrenalin (8-16 ng/dl), Noradrenalin (8-53 ng/dl),  Dopamin (< 8 ng/dl). Als Kontrolle zeigt Spalte F die Konzentration von Stresshormonen während der Abnahme von Blut im heimischen Käfig des Tiers.


Generelle chirurgische Verfahren

Der Ablauf der chirurgischen Eingriffe sieht folgendermaßen aus: Der Affe bekommt Antibiotika (Triebrissen 30 mg/kg, oral) und Analgetika (Finadyne: Flunixin-Meglumin 5mg/kg, SC) einen Tag vor der Operation  verabreicht. Nahrung wird in der Nacht vor der Operation nicht mehr ausgeteilt, während der Affe Wasser ad libitum bis 3 Stunden vor der Operation bekommt. Fünfzehn Minuten vor der Präanästhesie wird dem Affen Robinul (Glycopyrroniumbromid, 0,01mg/Kg, IM) injiziert, um die Vagusreflexaktivität zu reduzieren. Dann wird das Tier mit einer intramuskulären Dosis Ketamin (10-15mg/kg) ruhig gestellt. Ein intravenöser Katheter wird in die Saphenavene gelegt und mit heparinhaltiger Salzlösung (zwei Einheiten /ml) gespült. Der Katheter wird an der umgebenden Haut fixiert und mit einem Verband gesichert. Die Betäubung wird mit Pentobarbital zu Ende geführt (für ein mit Ketamin präanästhesiertes Tier beträgt die Injektionsdosis 8mg/kg). Die Luftröhre wird für eine Sekunde mit Cetacain besprüht, anschließend wird ein Trachealtubus eingeführt. Die Operationsstellen werden mit Betadin und Nolvasan eingerieben. Zusätzliche Dosen Antibiotika (Triebrissen 0,11 ml/kg) und Analgetika (Buprenorphin 0,01 to 0,03 mg/kg, IM) werden verabreicht. Anschließend wird das Tier auf den Operationstisch gelegt und noch einmal eingerieben.

Die somatischen Reaktionen werden kontinuierlich überwacht, insbesondere während der chirurgischen Eingriffe. Bevor Schnitte durchgeführt werden oder das Tier im stereotaktischen Kopfhalter platziert wird (zur Befestigung des Haltestücks), werden die Schnittstellen und Druckpunkte mit Lokalanästhetika infiltriert (2% Lidocain). Während des chirurgischen Eingriffs erhält das Tier Verabreichungen von 5% Dextrose in Laktat-Ringer-Lösung, mit einer Rate von 15 ml/kg/Stunde. Herzschlag, Blutdruck und Atmung werden konstant überwacht und alle 15 Minuten aufgezeichnet. Die Körpertemperatur wird mit Hilfe eines Heizkissens auf 38,8o Celsius gehalten. Zur Aufrechterhaltung der Anästhesie wird Isofluran (1,2 bis 1,5% mit 0,8 L/min) gegeben. Der Speichelfluss wird durch zusätzliche Robinul-Gaben kontrolliert.

Am Ende des chirurgischen Eingriffs wird der Trachealtubus entfernt und das Tier kann langsam aufwachen. In dieser Aufwachphase erhält das Tier 5% Dextrose in Laktat-Ringer-Lösung mit einer Rate von 20-40 ml/kg/Stunde. Nur wenn der Zustand des Tieres stabil ist, kommt es in einen speziellen Aufwachstuhl hinein (siehe Paragraph weiter unten) . Alle Tiere bekommen Antibiotika (Triebrissen) für fünf bis sieben Tage und Analgetika (Finadyne) an den drei auf die Operation folgenden Tagen.


Fixierung des Kopfhalters

Der Kopf des anästhesierten Affens wird in einen stereotaktischen Apparat fixiert. Nach Reinigung und Desinfektion wird das Operationsfeld vorbereitet. Auf dem Median, der durch die Meati acusti externi gebildet wird, wird eine nach kaudal gerichtete halbkreisförmige Hautinzision gesetzt, um den Schädel für die Platzierung des Halters freizulegen. Der kraniale Hautlappen wird mit in physiologischer Kochsalzlösung (NaCl 0,9%) getränkter Gaze auf dem Os frontale fixiert. Die Muskelfaszien und das Bindegewebe werden durchtrennt und ebenfalls nach kaudal und kranial verlagert. Die Frontal- und Temporalmuskulatur wird mit Hilfe eines Raspatoriums beidseits nach lateral vom Schädel abpräpariert. Der Schädel wird gründlich von Muskeleiweiß gereinigt. Mit Hilfe der stereotaktischen Einrichtung wird der individuell angepasste Halter an der richtigen Position platziert und die vorgesehenen Schraubenpositionen werden mit einem sterilen Stift markiert. An diesen Markierungen werden Löcher gebohrt und der Kopfhalter mit Keramikschrauben an den entsprechenden Positionen befestigt.

Mit einer Nadel wird der Draht (s. OP-Beschreibung „Augenspule“) vom Jochbeinschnitt entlang der Schädelkontur unter der Schädelmuskulatur zum Kopfhalter gezogen, um das Einbetten des Drahtes in Muskeln zu verhindern. Dieser Spulendraht wird über eine Kunststoffführung im Kopfhalter platziert. Im Inneren des Kopfhalterkörpers werden zwei bis drei Keramikschrauben zur Stabilisation der Kopfhalterposition verankert. Der Kopfhalter wird zusätzlich mit bioverträglichem schnellhärtenden Kunststoff ausgefüllt, wobei berücksichtigt werden muss, dass der Draht der Augenspulen dem Stecker, der durch den Kopfhalterverschluss präsentiert wird, zugeführt werden kann.

Der kraniale Hautlappen wird mit einer Schnittinzision über den Kopfhalterkörper gezogen. Faszien, Unterhaut und Haut werden separat vernäht. Nach Verschluss der Hautwunde wird die Verbindung zwischen Draht und Stecker hergestellt und der Kopfhalter verschlossen. Nach Abschluss der Operation wird das Tier aus der Apparatur genommen und die Aufwachphase eingeleitet.

Nach unserer Erfahrung verhindert der Überzug des Schädelknochens mit Lack mit großer Zuverlässigkeit das Abstoßen des Kunststoffes, der für die Befestigung des Halters verwendet wird. Wird als Kopfhaltermaterial Titan verwendet, wird der Schädel nicht mit Lack überzogen. An Stelle von Keramik- werden Titanschrauben benutzt. Da Titan ein stabileres Material als PEEK ist, entfällt die Stabilisation über Schrauben und schnellhärtendem Kunststoff. Das Implantationsverfahren ist in beiden Fällen gleich.


Fixierung der Elektrodenkammer

Die Position und der Zylindertyp, aus dem die Kammer besteht variieren bei den verschiedenen Projekten. Wir beschreiben hier einen speziellen Fall; alle anderen Zylindertypen werden in ähnlicher Weise platziert. Für inferotemporale  Ableitungen, wie sie im Wiedererkennungsprojekt durchgeführt werden, wird ein dauerhafter Zugang benötigt, bestehend aus einer Kugel und einer Fassung, verbunden mit einer aus rostfreiem Stahl bestehenden Röhre mit 21-Querschnitt, die durch das Zentrum läuft. Die Röhre wird genau über der lateralen Fissur mit einer stereotaktischen Apparatur in das Gehirn eingeführt und verbleibt dort während der gesamten Zeit der Ableitungen. Die stereotaktischen Koordinaten des Verankerungspunktes sind 21L und 15A.

Der Kopf des anästhesierten Affens wird in einem stereotaktischen Apparat fixiert. Nach Reinigung und Desinfektion wird das Operationsfeld vorbereitet. Lateral am Schädel oberhalb und parallel zu der genannten Fissur wird eine ca. 4 bis 5 cm lange Hautinzision gesetzt. Die Haut wird abgehoben und vorsichtig seitlich gespreizt. Mit in physiologischer Kochsalzlösung (NaCl 0,9%) getränkter Gaze werden die Wundränder bedeckt. Hautblutungen werden durch Abbinden oder Elektroverödung mit Hilfe eines bipolaren Koagulator kontrolliert. An der vorgesehenen Kammerposition wird mit dem Verlauf der Muskelfasern bis zum Schädelknochen präpariert. Entsprechend der Kammergröße wird der Muskel nach latero-kranial und –kaudal vom Knochen getrennt und gespreizt.

Der Schädelknochen wird gereinigt und die genaue Position der Kammer aus Kugel und Fassung entsprechend den gewünschten Koordinaten und Winkeln platziert, wobei das Zentrum des Schachts und die Positionen der Schrauben mit einem sterilen Stift markiert werden. Als Durchtrittstelle der Elektrodenführung durch den Schädel (Zentrum des Schachtes) wird ein Loch mit 6 mm Außendurchmesser gebohrt und eine Stichinzision in die Dura gesetzt. Zum Schutz der Dura wird die Öffnung mit einem mit physiologischer Kochsalzlösung (NaCl 0,9%) getränkten Gellschwamm bedeckt. Anschließend werden die Schraubenlöcher gebohrt. Mit der stereotaktischen Apparatur wird die Kammer so über den vorgesehenen Zentrum fixiert, das die Elektrodenführung die Dura um ca. 10 mm passiert hat. Die Kammer wird in der vorgesehenen Position mit Titanschrauben fixiert. Der Muskel wird repositioniert, die Faszie, Unterhaut und Haut separat genäht und der Affe wird aus der stereotaktischen Halterung herausgenommen. Daran schließt sich die Aufwachphase und die postoperative Erholungsphase an.  Nach Fixation der Kammern mit Keramikschrauben werden diese mit einem bioverträglichen, schnellhärtenden Kunststoff abgedichtet.


MR-geführte PlaTzierung von Implantaten

Um eine problemloses Messung der Zellaktivität zur ermöglichen, wird die Elektrodenkammer meist senkrecht über dem zu untersuchenden Hirnareal platziert (z.B. dem Inferotemporalen Kortex). Manche Areale sind allerdings sehr klein, was eine äußerst genaue Platzierung des Implantats erfordert. Um eine genaue Platzierung der Kammern zu ermöglichen verwenden wir ein MR-Basierendes Navigationssystem. Dafür wird zuerst ein anatomisches MRT des Schädels gemacht (siehe oben). Mittels einer Videokamera und spezieller Markierungspunkte kann dann während der Operation die Ausrichtung der Kammer durch das Gehirn hindurch verfolgt werden. Insbesondere kann man die Kammer so ausrichten, dass sie genau auf das Zielgebiet zeigt. In ersten Versuchen haben wir den Nutzten dieses Systems für unsere Arbeit  getestet und werden es in Zukunft, wenn nötig, zur Platzierung der Kammern verwenden.


 

 
Durch verbesserte Implantations- und Nahttechniken konnten wir die Erholungszeit im Rotationsstuhl auf 1-3 Tage verkürzen.  

Während dieser Erholungsphase im Rotationsstuhl finden eine intensive Überwachung der Vitalfunktionen, Nahrungsaufnahme und Stoffwechselaktivitäten statt und der Heilungsprozess wird durch fürsorgliche Pflege unterstützt.

Um eventuellen Muskelschwund vorzubeugen wird das Tier zweimal täglich aus dem Stuhl herausgenommen und spazieren geführt. Zur Unterhaltung wird den Tieren die Möglichkeit zum Fernsehen geboten.  

Ein weiterer Vorteil ist, dass sich die frisch operierten und dadurch geschwächten Tiere nicht sofort wieder in der Rangfolge ihrer Primatengruppe behaupten müssen.